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https://www.moshuixueshu.com/jingjiqikantougao/22850.html 摘要：镍是工业生产中常用的重金属元素之一，也是植物生长必须的微量元素之一。当土壤中镍含量过高时，不仅会对植物生长产生不利影响，也会间接影响人类健康。本文详细分析了影响镍在土壤—植物系统中迁移的主要因素，从形态学、生理学和分子学3个角度探讨了镍对植物生长过程的影响，综述了镍污染土壤修复技术的研究进展，展望了未来的研究方向。
关键词：镍污染土壤;生物利用度;毒理学;修复;机制
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正文内容
引言
镍(Ni)是电镀、采矿、冶金等行业常用的重金属元素之一。镍有4种氧化态，分别为Ni⁺、Ni²⁺、Ni³⁺和Ni⁴⁺，其中，Ni²⁺最为常见，且毒性最大、生物利用度最高[1]。土壤—植物系统是主要的陆地生态系统，土壤一旦遭受镍污染，不仅会影响土壤自身的生态功能，还会通过土壤—植物系统对植物的生长、发育及品质产生不利影响，进而威胁人类健康。调查显示，我国土壤镍污染超标率为4.8%，仅次于镉[2]，土壤镍污染状况不容乐观。
因此，充分了解镍在土壤—植物系统中的迁移方式，认识镍对植物生长过程的影响，积极开展镍污染土壤的修复，对于保护生态环境和人类健康具有重要意义。本文详细分析了影响镍在土壤—植物系统中迁移的主要因素，探讨了镍对植物生长过程的影响，在此基础上，全面综述了镍污染土壤修复技术的研究进展，并展望了未来的发展方向，以期为相关领域的研究提供参考。
1 影响镍在土壤—植物系统中迁移的因素
镍的生物利用度决定了其从土壤迁移至植物体内的能力。土壤中镍的生物利用度与土壤的质地、结构、含水量、pH、有机物含量、阳离子交换量、氧化还原电位和微生物等显著相关[3]。
* 土壤质地与结构：对镍的赋存形态起决定性作用。沙质土壤由于砂粒含量高、颗粒粗、比表面积小、粒间大孔隙(孔径大于100μm)多，导致游离态镍占比高(大于40%)，生物利用度高;黏质土壤结构致密，黏粒含量高，80%以上的镍被固定于微孔隙内部，镍扩散系数低，生物利用度低[4]。土壤黏土矿物如蒙脱石、高岭石等的硅氧烷表面能通过静电作用吸附Ni²⁺，铁锰氧化物(如针铁矿、水锰矿)则能通过配位体交换络合镍，腐殖质分子中的羧基和酚羟基能与镍形成分级络合结构，这些作用使镍的生物利用度降低[4]。
* 土壤含水量：其变化能够改变土壤的理化性质，从而影响镍的形态分布。干旱条件下，土壤孔隙中的水分减少，土壤颗粒之间的距离相对较近，使镍与土壤颗粒表面的吸附位点接触更为紧密，导致交换态镍含量降低，植物对镍的吸收量相应减少;当土壤含水量增大时，尤其是在淹水条件下，土壤处于还原状态，土壤中的铁锰氧化物等会发生还原溶解，使原本被吸附或共沉淀的镍释放出来，增加了土壤溶液中镍的含量，有利于植物的吸收;与土壤矿物结合紧密的残渣态镍受土壤含水量变化的影响较小[4]。
* 土壤pH：镍的溶解度和流动性随土壤pH的降低而增加，即改变土壤pH会改变镍的生物利用度。当pH小于6.0时，H⁺与Ni²⁺竞争土壤胶体表面的负电荷位点，导致Ni²⁺的吸附量降低;当pH大于7.5时，镍水解生成Ni(OH)₂沉淀，溶液中游离态镍的含量降低[4]。
* 阳离子交换量：对土壤中镍的生物利用度影响显著。阳离子交换量小的土壤(如沙质土壤)结合镍的能力有限，而阳离子交换量大的土壤(如黏土)由于分布有广泛的负电荷，对镍离子的结合能力较强[5]。因此，镍在壤土和沙质土中的生物利用度高于黏壤土和黏土[6]。此外，有研究表明：当阳离子交换量小于15 cmol/kg时，镍吸附量随阳离子交换量的增加呈指数增长;当阳离子交换量大于25 cmol/kg时，因位点饱和及专性吸附主导，镍吸附量增幅趋缓[7]。
* 氧化还原电位：土壤溶液中的镍通常以Ni²⁺存在，Ni²⁺的迁移受土壤氧化还原电位的影响。一些研究认为，氧化还原电位较低时，Ni²⁺更易于迁移[8];另一些研究则认为，在高氧化还原电位条件下，Ni²⁺也能显示出强的迁移能力[9]。上述结论的获得可能与不同的土壤环境有关，还需进一步研究。
* 土壤微生物：通过分泌有机酸(如草酸、柠檬酸)、氨基酸及多糖等代谢产物改变镍的化学形态。有机酸能降低土壤pH，促进金属氧化物(如铁锰氧化物)溶解，释放出被吸附的镍，同时，有机酸的羧基、羟基等官能团能与镍离子形成稳定的络合物(如Ni-草酸络合物)，从而提高镍的水溶性和迁移性。此外，部分微生物(如硫氧化细菌、铁还原菌)还能通过自身代谢活动改变土壤微环境的氧化还原电位，影响镍的赋存形态。
2 镍对植物生长过程的影响
镍对植物生长过程的影响可以从形态学、生理学和分子生物学3个方面进行阐述。
2.1 对植物形态和生理的影响
• 形态学：植物生长的各个环节都因镍的胁迫而受到阻碍[10]。根尖是植物根系吸收重金属的主要部位，LEKOVIĆ等[11]认为：相较于根系的其他部位，根尖暴露于镍环境中时，所受到的抑制作用更为显著。高浓度镍环境下，植物根部会出现木质素沉积现象，根内胚层细胞壁增厚，这些变化会阻碍营养物质在根内的运输，抑制植物生长[12]。镍对植物地上部分也有影响。FASHOLA等[13]发现，镍会显著影响芥菜的叶片结构，破坏叶片正常形态。经1.5 mmol/L镍溶液处理后的木豆种子，其发芽率比对照组降低了20%[14]。当镍浓度为2.0 mmol/L时，会显著抑制玉米幼苗的生长;100 mmol/L和200 mmol/L的镍能让小麦茎生物量分别减少20%和26%[15]。此外，还有研究表明过量的镍会影响卷心菜叶片的相对含水量，破坏矿物质和水分状态，影响其正常生长发育[16]。
* 生理学：过量的镍会影响植物的各项生理活动。HUSSAIN等[16]认为：过量的镍会对植物的光系统完整性和细胞膜稳定性产生不利影响，使植物细胞无法维持正常的生理功能，并且会扰乱植物的氮代谢，导致植物出现黄化、衰老和坏死。镍对植物的光合作用过程影响很大[17]：当绿豆、长春花和薄荷暴露于高浓度镍环境中时，体内的碳酸酐酶活性会显著下降，CO₂代谢受阻，导致光合作用的暗反应过程无法顺利进行[18];过量的镍能显著降低大豆、水稻和番茄体内的光合色素含量，导致植物捕获光能的能力下降[19]。RIZWAN等[19]发现，过量的镍会降低水稻和玉米细胞间的CO₂浓度、水势、气孔导度、净光合速率和蒸腾速率，全方位抑制光合作用;此外，镍还能取代叶绿素中的镁离子，使叶绿素含量降低，进一步削弱光合作用。
2.2 对植物分子生物过程的影响
镍在植物的分子生物过程中扮演着复杂而关键的角色，其作用涉及多个层面。
* 酶活性：镍是许多酶的关键构成成分，能与氧配体(如脲酶)、硫配体(如氢化酶中的半胱氨酸残基)或具有四吡咯结构的配体配位。在高等植物中，脲酶是目前已知的唯一一种含有镍的酶，对植物的氮代谢意义重大。脲酶活性依赖于镍与酶的结合，如果镍与酶之间无法顺利结合，脲酶活性将随之丧失，植物的氮代谢就无法正常进行[20]。
* 转运与竞争：高亲和力镍转运蛋白AT2G16800是一种膜结合转运蛋白，位于叶绿体的包膜内，主要负责摄取镍离子和钴离子;当环境中镍浓度过高时，AT2G16800基因的表达会被扰乱，影响镍离子向叶绿体的正常转运，进而干扰叶绿体的正常功能[20]。在元素吸收与转运方面，镍与铁之间联系紧密。参与Fe²⁺摄取和分布的几种转运蛋白能够跨细胞膜转运Ni²⁺，这就导致铁和镍在转运过程中存在竞争作用[20]。高浓度的镍会干扰植物对铁的吸收和转运，导致植物体内铁含量失衡，进而影响植物的光合作用和能量代谢[20]。
* 激素与基因：镍对植物体内激素的分布与信号传导影响显著。过量的镍会抑制拟南芥中生长素的向梢分布，影响植物的顶端优势、侧枝生长以及根系发育等[20]。YU等[21]发现，镍会抑制PIN4、PIN9、AUX1的表达，其中，PIN4为植物生长素的外排载体，其功能受阻会打破植物根尖生长素的分布平衡，影响根端分生组织活性，同时削弱根的向重力性响应，使根系生长方向调控失衡[22-23];PIN9是一个参与调控水稻根系发育的膜蛋白基因，在水稻根系发育中主导多类型根的起始与生长，抑制其表达会显著缩短种子根长度，减少侧根与冠根数量，破坏根系立体网络构建，进而降低植株对水分和养分的吸收效率[24];AUX1作为植物生长素的输入载体，其活性受到抑制时，将会阻碍细胞间生长素的极性运输链，干扰向光性弯曲时的生长素侧向再分配，同时可能延缓侧根原基起始，影响根系构型的动态优化[25]。此外，镍还会影响与植物细胞壁相关的许多基因的表达[20]，从而改变细胞壁的组成和结构，例如影响纤维素、半纤维素和果胶等成分的合成与组装，使细胞壁的机械强度和通透性发生变化;影响植物细胞与外界环境的物质交换和信号传递，对植物的生长、发育和抗逆性产生深远影响。
3 镍的植物累积方式及解毒机制
镍在植物体内的累积方式可分为被动吸收和主动运输两种。可溶性镍化合物的吸收是通过阳离子转运系统发生的被动过程，而镍螯合物的吸收则是依赖于转运蛋白的主动运输过程[26]。植物根系80%以上的维管组织和不到20%的皮层组织是吸收镍的主要部位，植物韧皮部是将镍输送到芽、果实和种子的通道，在镍的转运方面起着至关重要的作用[24]。KUMAR等[4]发现：镍在植物液泡和细胞质中的含量约为87%，在核糖体中的含量为0.3%~2.8%，在叶绿体中的含量为8.0%~9.9%。目前，关于Ni²⁺在整个植物输送管道中运动的分子机制尚不清楚，此外，也还少见Ni²⁺在植物各组织内分配的系统研究。
植物对镍的解毒机制见图1。在镍的吸收和累积过程中，植物会启动多种解毒机制以减轻镍的毒害，如将镍排出细胞外、将镍整合到细胞内的特定物质上、在不同组织间分配镍、与特定配体形成螯合物等[26]。SHAHZAD等[27]认为，植物细胞膜和液泡内的镍可与植物中特定的配体螯合形成螯合物。大约60%的组氨酸和柠檬酸盐参与了植物液泡内镍的螯合[23]。谷胱甘肽(GSH)、植物络合素(PC)、金属蛋白(MT)和非硫醇物质(包括有机酸和氨基酸)对螯合过程至关重要[23-24]。镍在植物体内的运动、聚集及净化，均取决于镍的螯合过程。螯合作用大大减轻了镍对植物细胞的损伤。液泡隔离是植物阻止镍对其他细胞组织造成损伤的另一种有效手段[28]。陈镔等[26]认为，液泡中充满了PC重金属络合物，液泡膜的主动运输机制参与液泡内PC重金属络合物的运动。
此外，植物对镍的解毒过程在很大程度上还依赖于其强大的抗氧化防御系统。超氧化物歧化酶(SOD)是植物抗氧化防御机制中的关键组成部分，在减轻氧化应激方面发挥着关键作用[26]。植物组织中高浓度的镍会显著影响抗氧化酶系统的活性并促进活性氧物种(ROS)的产生，从而干扰植物的生长[26]，然而，对于部分镍超积累植物，在复杂的抗氧化防御机制帮助下，可以适应高浓度镍的胁迫。
4 镍污染土壤修复技术
4.1 物理化学修复
镍污染土壤的物理化学修复技术主要包括土壤淋洗、电动修复和土壤改良[29]。
* 土壤淋洗：是利用淋洗液对镍污染土壤进行异位淋洗，在淋洗过程中，土壤中的镍经螯合、溶解、脱附、解吸等途径得以去除[29]。常用的土壤淋洗液有无机溶液、螯合剂溶液和表面活性剂溶液3种。其中，无机溶液可通过酸解和离子交换作用破坏镍与土壤颗粒间的结合力，使镍进入到淋洗液中;螯合剂通过螯合作用与镍生成易溶于淋洗液的螯合物;表面活性剂通过络合反应和交换作用破坏镍与土壤颗粒间的结合力，使镍进入到淋洗液中[30]。土壤淋洗效果与土壤质地和类型、污染物存在形态、淋洗液的选用相关。其中，与淋洗液有关的因素主要有淋洗液的种类、浓度、pH、液固比和淋洗时间等[29]。土壤淋洗适用于各种类型镍污染土壤的修复，具有修复速度快、修复效果好的优点，缺点是修复费用较高。
* 电动修复：是在镍污染土壤中插入电极，在直流电的作用下，驱动镍离子定向迁移、聚集、分离的修复方法(见图2)，其主要机理包括电迁移、电渗析、电泳和电化学反应[29]。如图2所示，电迁移是指在电场作用下，土壤孔隙水中的Ni²⁺从污染区域向阴极附近迁移，从而实现分离和富集。土壤颗粒表面通常带负电，能吸附孔隙水中的阳离子形成双电层，在电场作用下，孔隙水整体向阴极方向移动，这种现象称为电渗析。电渗析可带动土壤中Ni²⁺随水流一起向阴极迁移(见图2)，加快Ni²⁺的迁移速度。土壤中的黏土矿物、腐殖质等细微颗粒会吸附Ni²⁺，在电场作用下，吸附Ni²⁺的颗粒物也会向阴极移动(见图2)，即电泳现象，使Ni²⁺在阴极附近累积。此外，电极表面所发生的一系列化学反应，如阳极区，水被氧化生成氧气和H⁺，使阳极附近土壤酸性增强，有助于Ni²⁺从土壤颗粒表面解吸;阴极区，水被还原生成H₂和OH⁻，使阴极附近土壤碱性增强，有利于Ni²⁺形成氢氧化物沉淀，便于后续处理。KRCMAR等[31]采用电动修复技术对镍污染土壤进行修复，在阳极加入NaOH，同时在阴极加入乙酸，修复结果显示镍去除率最高可达73%。电动修复主要适用于低渗透性黏土和多年冻土等特殊土壤类型，具有修复速度快、镍去除率高的优点。
* 土壤改良：是向镍污染土壤中添加改良剂，利用改良剂与镍之间的化学结合或物理吸附作用固定镍，降低镍的生物有效性，减轻对植物的毒害。常用的土壤改良剂有生物炭、方解石、木炭、石灰、粪便、堆肥、沸石、羟基磷灰石、黏土、炉渣、粉煤灰等[32]。王雨琦等[33]开展了生物炭修复寒区镍和镉复合污染酸性土壤的研究，结果表明：菌糠炭经CaCl₂和KMnO₄分别改性后，对土壤中有效态镍的固定率可达72.30%和67.30%。ALI等[34]分别使用2%的生物炭、方解石和稻草对镍污染土壤进行修复，经修复后，土壤中可交换态镍的含量分别降低了71%、60%和55%。桑丽[35]采用鼠李糖脂改性纳米零价铁对镍含量分别为200，600，1800 mg/kg的镍污染土壤进行修复，28 d后，污染土壤中镍的稳定化率分别为30.23%，35.42%，43.68%，可交换态镍占比下降了74.43%，89.16%，88.53%。影响土壤改良效果的因素有改良剂的种类、用量和制备方法等。土壤改良适用于各种类型土壤的镍污染修复，其缺点是修复速度较慢，耗时较长。
4.2 生物修复
镍污染土壤的生物修复技术主要有微生物修复、植物修复和微生物强化植物修复3种。
* 微生物修复：是在适宜的环境条件下，土壤微生物通过改变镍的存在形态将其转化为低毒物质的修复技术。可用于镍污染土壤修复的微生物有蜡状芽孢杆菌(Bacillus cereus)、苏云金芽孢杆菌(Bacillus thuringiensis)、烟草节杆菌(Arthrobacter nicotianae)、枯草芽孢杆菌(Bacillus subtilis)、产酸克雷伯氏菌(Klebsiella oxytoca)、肠杆菌(Enterobacter spp.)、脱氮无色杆菌(Achromobacter denitrificans)、青霉菌(Penicillium)、根霉菌(Rhizopus)、窄食单胞菌(Stenotrophomonas maltophilia)、龟裂链霉菌(Streptomyces rimosus)、小球藻(Chlorella)、马尾藻(Sargassum)、岩衣藻(Caloglossa leprieurii)、褐藻(Brown algae)等[7,29]。赵玉清等[36]筛选出一种嗜镍菌，该菌对Ni²⁺具有特效吸附性能，吸附量可达92.6 mg/kg。微生物的种类和数量是影响微生物修复效果的主要因素。微生物修复适用于所有类型土壤的镍污染修复，环境友好、成本低，但修复速度慢、耗时长。
* 植物修复：植物可通过植物提取、植物挥发和植物固定3种方式对镍污染土壤进行修复。植物可从土壤中吸收重金属，重金属由植物根部迁移至茎、叶等地上部分，最终通过收割植物地上部分达到修复污染土壤的目的[37]。镍超积累植物能将镍从根系输送至木质部，并通过蒸腾作用将镍从木质部输送到枝叶等部位。植物对镍污染土壤的潜在修复能力可以用富集系数和镍转移率来评价，富集系数和镍转移率越大，植物对镍污染土壤的潜在修复能力越强。已经发现的镍超积累植物有千里光属(Senecio)、矢车菊属(Centaurea)、九节属(Psychotria)、合景天属(Pseudosempervivum)、庭荠属(Alyssum)、遏蓝芥属(Thlaspi)、鲍缪勒氏属(Bornmuellera)、岩荠属(Cochlearia)、芸苔属(Brassica)、柞木属(Xylosma)、天料木属(Homalium)、黄杨属(Buxus)、苞复花属(Geissois)、叶下珠属(Phyllanthus)、算盘子属(Glochidion)、白柑桐属(Leucocroton)、鼠鞭草属(Hybanthus)、香科科属(Teucrium)、山菥蓂属(Noccaea)[29]。影响植物修复效果的主要因素有植物的种类和种植密度。与微生物修复相似，植物修复的成本较低，修复速度较慢。一些镍超积累植物根上部分的镍含量见表1。
* 微生物强化植物修复：某些微生物对植物提取镍有强化作用，主要表现为提高植物对镍的耐受性和富集能力(见图3)。微生物种类和植物种类是影响微生物强化植物修复效果的主要因素。研究表明，蓖麻在接种假单胞菌和杰氏假单胞菌后，其生物量和根上部分的镍富集量均明显增加[29]。微生物强化植物修复过程中，微生物的作用是将镍转化为低毒物质，并促进植物对镍的吸收富集。同时，微生物分泌的细胞分裂素、赤霉素、吲哚乙酸等可促进植物根系的生长并强化植物根系对土壤养分及水分的吸收[53-54]。某些微生物产生的植酸酶和还原酶能促进与土壤颗粒结合的镍释放到土壤溶液中，被植物根系吸收;微生物产生的胞外聚合物可稳定镍离子，防止镍离子被沥滤，以保持镍离子在根区的可用性;微生物的代谢产物如嗜苷酸盐和螯合剂也能与镍形成稳定的复合物，促进镍向植物根系的运输[53-54]。微生物强化植物修复镍污染土壤的效果见表2。
表1 镍超积累植物根上部分的镍含量
植物种类 镍含量/(mg·kg⁻¹) 积累部位 文献
Alyssum serpyllifolium 7000 叶 [38]
Alyssum obovatum 6008 叶 [39]
Alyssum tortuosum Willd. 1789 叶 [39]
Alyssum murale 3600 茎、叶 [40]
Isatis cappadocica 5 587 叶、芽 [41]
Hybanthus austrocaledonicus 3 430~58 500 叶 [42]
Thlaspi caerulescens 5000 叶 [43]
Odontarrhena bertolonii 3000 叶 [44]
Berkheya coddii(Roessler) 31000 叶 [45]
Berkheya nivea(N.E.Br.) 3 658 叶 [46]
Blepharidium guatemalense(Standl.) 13500 叶 [47]
Pycnandra acuminata(Pierre ex Baill.) 6 540 叶 [48]
Geissois pruinosa var. pruinosa(Brongn.& Gris) 3 780 叶 [48]
Odontarrhena chalcidica(Janka) >1000 叶 [49]
Odontarrhena serpylifolia(Desf.) 9108 叶 [50]
Phyllanthus rufuschaneyi(Welzen& Ent) 9800 叶 [51]
Phyllanthus balgooyi(Petra Hofm.& A.J.M. Baker) >10000 叶 [52]
Actephila alanbakeri(Welzen& Ent) 7500 叶 [53]
Antidesma montis-silam(Airy Shaw) 18100 叶 [54]
表2 微生物强化植物修复镍污染土壤的效果
微生物种类 植物种类 修复效果 文献
Bornmuellera tymphaea Noccaea tymphaea 植物根部镍含量由320 mg/kg升至520 mg/kg,镍净化率提高了39.9%~79.6% [55]
Klebsiella pneumoniae Juncus effusus 植物根部镍含量由11.5 mg/kg升至69.5 mg/kg,土壤中可交换态镍含量增加 [56]
Morganella morganii Arabidopsis thaliana 植物根部镍含量由0.01 mg/kg升至25.00 mg/kg,植物抗氧化酶活性提高 [57]
Pseudomonas fluorescens 20、Pseudomonas fluorescens 21、Pseudomonas putida 23 Triticum aestivum 植物根部镍含量由254 mg/kg升至395 mg/kg,植物对镍毒性的抗性增强,植物生物量提高 [57]
Agrococcus terreus Zea maize 植物对镍毒性的抗性增强,植物生物量提高 [58]
Anthyllis vulnetaria Arabidopsis thaliana 植物根部镍含量由0.01 mg/kg升至30.00 mg/kg,植物抗氧化酶活性提高 [58]
4.3 物理、化学、生物联合修复
如前文所述，各种修复技术均具有各自的优缺点。因此，将多种修复技术结合起来，充分发挥各自的优势，能够获得更好的修复效果。马永松等[59]采用电动微生物法对石油烃和镍污染土壤进行修复，在电压1 V/cm、柠檬酸杆菌(Citrobacter sp.)数量10⁶~10⁷ cfu/g、镍含量400 mg/kg的条件下，修复15 d后，污染土壤中镍去除率可达38.52%。杨昳等[60]采用多功能复合菌和鸡粪生物炭对镍和镉复合污染土壤进行修复，7 d后，根际土壤中碳酸盐结合态镍的含量升高了59.9%，有效态镍的含量降低了66.5%。龚诚君等[61]将产吲哚乙酸菌与生物炭联合用于修复镍和镉复合污染土壤，经修复后，土壤中有效态镍的含量降低了36.59%，种植的小白菜地上部分镍含量降低了73.58%。何涛等[62]开展了淋洗联合电动修复土壤中镉、镍、铅污染的研究，结果表明，采用0.01 mol/L的EDTA淋洗液与电动修复(1.5 V/cm)相结合的方法对污染土壤进行修复，5 d后，污染土壤中镍的去除率可达72.94%。张淋淋[63]使用新型螯合型表面活性剂N-十二酰基乙二胺三乙酸钠(LED3A)联合紫花苜蓿修复镍-芘复合污染土壤，结果表明，与单一紫花苜蓿相比，LED3A联合紫花苜蓿能更有效去除土壤中的镍。
5 结语
镍在土壤—植物系统中的迁移与土壤质地、结构、含水量、pH、有机物含量、阳离子交换量、氧化还原电位、微生物等显著相关。镍是植物生长所必需的元素，但过量镍积累会扰乱植物的生长过程，使植物生长变慢，出现黄化、衰老和坏死。镍污染土壤的修复技术主要有物理化学修复和生物修复，各种修复技术均有自身的优点和局限性，采用多种修复技术相结合的组合工艺，能够扬长避短，显著提高修复效果。针对镍在土壤—植物系统的迁移和镍污染土壤的修复，还需开展以下研究。
a) 镍在土壤—植物系统中的迁移受多种因素影响，同时，镍进入植物体内会被植物重新分配和吸收，因此，还需继续开展镍迁移机理的研究，厘清植物不同生长阶段对镍的转运途径。
b) 镍超积累植物从根到根上部位输送镍的分子机制目前尚不明确，还需要进一步研究。转基因植物在植物修复方面可能比天然超积累植物更有优势，因此，建议开展相关转基因镍超积累植物的研究。
c) 多种修复技术相结合的组合工艺是镍污染土壤修复技术的发展方向之一，因此，应积极开展不同修复技术的最佳组合方式及相关技术参数研究。
d) 目前，镍污染土壤修复技术的研究大多处于实验室阶段，相应的工程实例较少，因此，应在小试的基础上，积极开展中试和实际场地修复试验。此外，在进行实际镍污染场地修复时，还应考虑相应的补救策略及经济影响。
参考文献(已按文中引用顺序列出)
[1] PARADES-AGUILAR J, REYES-MARTINEZ V, BUSTAMANTE G, et al. Removal of nickel(II) from wastewater using a zeolite-packed anaerobic bioreactor: bacterial diversity and community structure shifts[J]. J Environ Manage, 2021, 279: 111558.
[2] EL-NAGGAR A, AHMED N, MOSA A, et al. Nickel in soil and water: sources, biogeochemistry, and remediation using biochar[J]. J Hazard Mater, 2021, 419: 126421.
[3] PETRUZZELLI G, PEDRON F, ROSELLINI I. Bioavailability and bioaccessibility in soil: a short review and a case study[J]. AIMS Environ Sci, 2020, 7(2): 208-225.
[4] KUMAR U, KUMAR I, SINGH P K, et al. Nickel contamination in terrestrial ecosystems: insights into impacts, phytotoxicity mechanisms, and remediation technologies[J]. Rev Environ Contam Toxicol, 2025, 263(1): 2.
[5] EGNE C E, VAN POUCKE R, OK Y S, et al. Impact of organic amendments(biochar, compost and peat) on Cd and Zn mobility and solubility in contaminated soil of the Campine region after three years[J]. Sci Total Environ, 2018, 626: 195-202.
[6] REHMAN A, ARIF M S, TUFAIL M A, et al. Biochar potential to relegate metal toxicity effects is more soil driven than plant system: a global meta-analysis[J]. J Cleaner Prod, 2021, 316: 128276.
[7] HEIDARI J, AMOOAGHAIE R, KIANI S. Impact of chitosan on nickel bioavailability in soil, the accumulation and tolerance of nickel in Calendula tripterocarpa[J]. Int J Phytoremediat, 2020, 22: 1175-1184.
[8] 李龙雪，王学求，迟清华，等. 中国镍地球化学基准值特征及地质背景的影响[J]. 地学前缘，2025，32(1): 36-49.
[9] RINKLEBE J, SHAHEEN S M, FROHNE T. Amendment of biochar reduces the release of toxic elements under dynamic redox conditions in a contaminated floodplain soil[J]. Chemosphere, 2016, 142: 41-47.
[10] KUMAR V, DWIVEDI S K. A review on accessible techniques for removal of hexavalent chromium and di-valent Ni from industrial wastewater: recent research and future outlook[J]. J Cleaner Prod, 2021, 295: 126229.
[11] LEKOVIĆ A, ZVARIK M, ARAYA T, et al. Nickel toxicity targets cell wall-related processes and PIN2-mediated auxin transport to inhibit root elongation and gravitropic responses in Arabidopsis[J]. Plant Cell Physiol, 2020, 61(3): 519-535.
[12] YADAV V, ARIF N, KOVÁŘ J, et al. Structural modifications of plant organs and tissues by metals and metalloids in the environment: a review[J]. Plant Physiol Biochem, 2021, 159: 100-112.
[13] FASHOLA M O, NGOLE-JEME V M, BABALOLA O O. Heavy metal pollution from gold mines: environmental effects and bacterial strategies for resistance[J]. Int J Environ Res Public Health, 2016, 13(11): 1047.
[14] MADHAVA RAO K V, SRESTY T V S. Antioxidative parameters in the seedlings of pigeonpea(Cajanus cajan(L.) Millspaugh) in response to Zn and Ni stresses[J]. Plant Sci, 2000, 57(1): 113-128.
[15] BHARDWAJ R, ARORA N, SHARMA P, et al. Effects of 28-homobrassinolide on seedling growth, lipid peroxidation and antioxidative enzyme activities under nickel stress in seedlings of Zea mays L.[J]. Asian J Plant Sci, 2007, 6(5): 765-772.
[16] HUSSAIN S, KHALIQ A, NOOR M A, et al. Metal toxicity and nitrogen metabolism in plants: an overview[M]//DATTA R, MEENA R S, PATHAN S I, et al. Carbon and Nitrogen Cycling in Soil. Singapore: Springer, 2020: 221-248.
[17] AQEEL M, KHALID N, TUFAIL A, et al. Elucidating the distinct interactive impact of cadmium and nickel on growth, photosynthesis, metal-homeostasis, and yield responses of mung bean(Vigna radiata L.) varieties[J]. Environ Sci Pollut Res, 2021, 28(21): 27376-27390.
[18] NABI A, NAEEM M, AFTAB T, et al. Alterations in photosynthetic pigments, antioxidant machinery, essential oil constituents and growth of menthol mint(Mentha arvensis L.) upon Ni exposure[J]. Braz J Bot, 2020, 43(4): 721-731.
[19] RIZWAN M, MOSTOFA M G, AHMAD M Z, et al. Hydrogen sulfide enhances rice tolerance to nickel through the prevention of chloroplast damage and the improvement of nitrogen metabolism under excessive nickel[J]. Plant Physiol Biochem, 2019, 138: 100-111.
[20] LEKOVIĆ A, GIEHL R F H, HARTMANN A, et al. Heavy metals induce iron deficiency responses at different hierarchic and regulatory levels[J]. Plant Physiol, 2017, 174(3): 1648-1668.
[21] YU H, LI W M, LIU X X, et al. Physiological and molecular bases of the nickel toxicity responses in tomato[J]. Stress Biol, 2024, 4(1): 25.
[22] RIZWAN M, USMAN K, ALSAFRAN M, et al. Nickel toxicity interferes with NO3-/NH4+ uptake and nitrogen metabolic enzyme activity in rice(Oryza sativa L.)[J]. Plants, 2022, 11(11): 1401.
[23] CHA J Y, JEONG S Y, AHN G, et al. The thiol-reductase activity of YUCCA6 enhances nickel heavy metal stress tolerance in Arabidopsis[J]. Front Plant Sci, 2022, 13: 1007542.
[24] BHAT J A, BASIT F, ALYEMENI M N, et al. Gibberellic acid mitigates nickel stress in soybean by cell wall fixation and regulating oxidative stress metabolism and glyoxalase system[J]. Plant Physiol Biochem, 2023, 198: 107678.
[25] SAINI S, KAUR N, PATI P K. Phytohormones: key players in the modulation of heavy metal stress tolerance in plants[J]. Ecotoxicol Environ Saf, 2021, 223: 112578.
[26] 陈镔, 谭淑端, 董方旭, 等. 重金属对植物的毒害及植物对其毒害的解毒机制[J]. 江苏农业科学, 2019, 47(4): 34-38.
[27] SHAHZAD B, TANVEER M, CHE Z, et al. Role of 24-epibrassinolide(EBL) in mediating heavy metal and pesticide induced oxidative stress in plants: a review[J]. Ecotoxicol Environ Saf, 2018, 147: 935-944.
[28] EMAMVERDIAN A, DING Y, MOKHBERDORAN F, et al. Heavy metal stress and some mechanisms of plant defense response[J]. Sci World J, 2015, 2015(1): 756120.
[29] 王丙烁, 黄益宗, 王农, 等. 镍污染土壤修复技术研究进展[J]. 农业环境科学学报, 2018, 37(11): 2392-2402.
[30] 李世杰. 镍污染土壤淋洗技术体系研究[D]. 重庆: 重庆理工大学, 2023.
[31] KRCMAR D S, DALMACIJA B D, LJILJANA M R, et al. Influence of electric field operation modes on nickel migration during electrokinetic treatment[J]. Soil Sediment Contam, 2016, 25(1): 64-74.
[32] EL-NAGGAR A, LEE M H, HUR J, et al. Biochar-induced metal immobilization and soil biogeochemical process: an integrated mechanistic approach[J]. Sci Total Environ, 2020, 698: 134112.
[33] 王雨琦, 吴迪, 张秀芳, 等. 生物炭修复寒区镍和镉复合污染酸性土壤的多级筛选及其作用特征研究[J]. 农业资源与环境学报, 2022, 39(4): 785-797.
[34] ALI U, SHAABAN M, BASHIR S, et al. Rice straw, biochar and calcite incorporation enhance nickel(Ni) immobilization in contaminated soil and Ni removal capacity[J]. Chemosphere, 2020, 244: 125418.
[35] 桑丽. 鼠李糖脂改性纳米零价铁对镍污染土壤修复及机理研究[D]. 上海: 华东理工大学, 2021.
[36] 赵玉清, 李晋, 周广麒, 等. 一种嗜镍菌对含镍废水中Ni2+的特效吸附[J]. 中国生物工程杂志, 2012, 32(11): 92-97.
[37] LIU Z C, CHEN B N, WANG L A, et al. A review on phytoremediation of mercury contaminated soils[J]. J Hazard Mater, 2020, 400: 123138.
[38] MORAIS I, CAMPOS J S, FAVAS P J C, et al. Nickel accumulation by Alyssum serpyllifolium subsp. lusitanicum(Brassicaceae) from serpentine soils of Bragança and Morais(Portugal) ultramafic massifs: plant-soil relationships and prospects for phytomining[J]. Aust J Bot, 2015, 63: 17-30.
[39] TEPTINA A Y, PAUKOV A G. Nickel accumulation by species of Alyssum and Noccaea(Brassicaceae) from ultramafic soils in the Urals, Russia[J]. Aust J Bot, 2015, 63: 78-84.
[40] BROADHURST C L, CHANEY R L. Growth and metal accumulation of an Alyssum murale nickel hyperaccumulator ecotype co-cropped with Alyssum montanum and perennial ryegrass in serpentine soil[J]. Front Plant Sci, 2016, 7: 451.
[41] ELÇIÇEK H, AKSOY A, LEBLEBICI Z. Metal hyper-accumulating Brassicaceae from the ultramafic area of Yahyalı in Kayseri province, Turkey[J]. Ecol Res, 2018, 33(4): 705-713.
[42] PAUL A L D, GEI V, ISNARD S, et al. Nickel hyperaccumulation in New Caledonian Hybanthus(Violaceae) and occurrence of nickel-rich phloem in Hybanthus austrocaledonicus[J]. Ann Bot, 2020, 126(5): 905-914.
[43] FASANI E, ZAMBONI A, SORIO D, et al. Metal interactions in the Ni hyperaccumulating population of Noccaea caerulescens Monte Prinzera[J]. Biology, 2023, 12: 1537.
[44] COLZI I, GONNELLI C, BETTARINI I, et al. Polyploidy affects responses to nickel in Ni-hyperaccumulating plants: evidence from the model species Odontarrhena bertolonii(Brassicaceae)[J]. Environ Exp Bot, 2023, 213: 105403.
[45] MESJASZ-PRZYBYLOWICZ J, PRZYBYLOWICZ W J. Ecophysiology of nickel hyperaccumulating plants from South Africa-from ultramafic soil and mycorrhiza to plants and insects[J]. Metallomics, 2020, 12(7): 1018-1035.
[46] SIEBERT S J, SCHUTTE N C, BESTER S P, et al. Senecio conrathii N.E.Br.(Asteraceae), a new hyperaccumulator of nickel from serpentinite outcrops of the Barberton Greenstone Belt, South Africa[J]. Ecol Res, 2018, 33(3): 651-658.
[47] NAVARRETE GUTIÉRREZ D M, POLLARD A J, VAN DER ENT A, et al. Blepharidium guatemalense, an obligate nickel hyperaccumulator plant from non-ultramafic soils in Mexico[J]. Chemoecology, 2021, 31(3): 169-187.
[48] PAUL A L D, ISNARD S, WAWRYK C M, et al. Intensive cycling of nickel in a New Caledonian forest dominated by hyperaccumulator trees[J]. Plant J, 2021, 107(4): 1040-1055.
[49] TOGNACCHINI A, ROSENKRANZ T, VAN DER ENT A, et al. Nickel phytomining from industrial wastes: growing nickel hyperaccumulator plants on galvanic sludges[J]. J Environ Manage, 2020, 254: 109798.
[50] ALVAREZ-LOPEZ V, PUSCHENREITER M, SANTNER J, et al. Evidence for nickel mobilisation in rhizosphere soils of Ni hyperaccumulator Odontarrhena serpyllifolia[J]. Plant Soil, 2021, 464(1): 89-107.
[51] NKRUMAH P N, ECHEVARRIA G, ERSKINE P D, et al. Soil amendments affecting nickel uptake and growth performance of tropical ‘metal crops’ used for agromining[J]. J Geochem Explor, 2019, 203: 78-86.
[52] QUIMADO M O, FERNANDO E S, TRINIDAD L C, et al. Nickel-hyperaccumulating species of Phyllanthus(Phyllanthaceae) from the Philippines[J]. Aust J Bot, 2015, 63: 103-110.
[53] VAN DER ENT A, MULLIGAN D. Multi-element concentrations in plant parts and fluids of Malaysian nickel hyperaccumulator plants and some economic and ecological considerations[J]. J Chem Ecol, 2015, 41(4): 396-408.
[54] NKRUMAH P N, ECHEVARRIA G, ERSKINE P D, et al. Ni hyperaccumulation in Antidesma montis-silam: from herbarium discovery to collection in the native habitat[J]. Ecol Res, 2018, 33(3): 675-685.
[55] DURAND A, PIUTTI S, RUE M, et al. Improving nickel phytoextraction by co-cropping hyperaccumulator plants inoculated by plant growth promoting rhizobacteria[J]. Plant Soil, 2016, 399(1): 179-192.
[56] GAO M, GAO B J, ZHANG X Y, et al. Effects of plant growth-promoting rhizobacteria(PGPR) on the phytoremediation of pyrene-nickel-contaminated soil by Juncus effuses[J]. Water Air Soil Pollut, 2022, 233(11): 458.
[57] NAQQASH T, AZIZ A, BABER M, et al. Metal-tolerant Morganella morganii isolates can potentially mediate nickel stress tolerance in Arabidopsis by upregulating antioxidative enzyme activities[J]. Plant Signal Behav, 2024, 19(1): 2318513.
[58] SHABAYEV V P, OSTROUMOV V E. Soil-agrochemical aspects of remediation of nickel-contaminated soil using growth-promoting rhizosphere bacteria[J]. Eurasian Soil Sci, 2023, 56(2): 198-209.
[59] 马永松, 李晞, 罗廷, 等. 电动微生物法修复石油和镍污染土壤的研究[J]. 环境科学与技术, 2019, 42(8): 201-208.
[60] 杨昳, 陈元晖, 张春燕, 等. 复合菌和鸡粪生物炭对镍和镉污染土壤的修复效果研究[J]. 农业环境科学学报, 2022, 41(8): 1709-1719.
[61] 龚诚君, 周昕霏, 杨昳, 等. 产IAA菌与生物炭对镍和镉复合污染土壤的修复[J]. 环境科学与技术, 2021, 44(5): 140-147.
[62] 何涛, 颜望培, 张杰, 等. 淋洗联合电动修复土壤中镉、镍、铅污染[J]. 化工管理, 2024(19): 48-52.
[63] 张淋淋. LED3A强化紫花苜蓿修复镍-芘复合污染土壤[D]. 兰州: 兰州交通大学, 2023.